Team:TzuChiU Formosa/Notebook/photopaper

From 2011.igem.org

(Difference between revisions)

Revision as of 08:12, 4 October 2011

Photopaper

Meeting Notes

2011.02.24
Discussion:

Team organization
Brain storming
- paper made by bacteria with add-ons such as colors, fragrance, etc.
- "light up" the plants for replacing lamp posts.

2011.03.04
Discussion:

Team advisory
Brain storming
- Add-ons: colorful cellulose which produced by bacteria such as beta-carotene
- information exchange with iGEM 2009 Cambridge team

2011.03.14
Discussion:

Task Allocation
Brain storming
- Avatar - "light up" the plants by transfecting symbiotic bacteria which cloned into fluorescence gene
- Eco-friendly warmer - biotic thermal pad

2011.03.23
Discussion:

- Project : paperia
- Option 1 : Culture bacteria which has pigment gene
- Option 2 : Cellulose-producing bacteria secrete pigment into the medium

2011.03.24
Discussion:

Exp. procedure:
- cloning of cellulose gene’s CDS
- the product should operate within E. coli.

2011.06.22
Discussion:

Due to some unforseen reason, the team decided to change their project.
New project: Biojenny

　　　　　　　　　-economical and humane way to produce paper in large quantities.
　　　　　　　　　-yeast to be our host

2011.07.01
Discussion:

Freeze > grin > genome DNA isolation > Cloning = silk protein gene

2011.07.09
Discussion:

the connections between 3 silk proteins : Fibl Fibh P25
major proteins : H-chain, L-chain, P25

2011.07.15
Discussion:

Due to limited resources and techniques required, the team decided to switch back to the previous project. Paper making !
However it would be modified to be more innovative and creative.

2011.07.18
Discussion:

Latest project : Photo paper
cyanobacteria is designed as the host, cellulose made up of the glucose produced by cyanobacteria could be one of the main attraction of the project.

2011.07.23
Discussion:

system modification to overcome the problems arises during preliminary round
Biobricks from Tokyo 2010 team will be utilized
- regulator promoter in order to regulate the secretion of cellulose to solve the aggregation of the bacteria

2011.09.15

Genome miniprep
Gluconacetobacter hansenii

2011.09.18

Gel/PCR DNA extraction
Gluconacetobacter hansenii

Protocols

2011.09.07

caption

Rhodobacter rudrum medium

K2HPO4　　　　　　　　　　　　　1g

NaCl　　　　　　　　　　　　　　0.5g

FeSO4．7H2O　　　　　　　　　　0.01g

CaCl2　　　　　　　　　　　　　　0.02g

MnCl2．4H2O　　　　　　　　　　0.002g

MgSO4．7H2O　　　　　　　　　　0.2g

NaMO2O4．2H2O　　　　　　　　　0.01g

ddH2O　　　　　　　　　　　　　　998.258ml

________________________________________
　　　　　　　　　　　　　　　　1L　→take100ml

　　　　　　　　　　＋　

Yeast Extrat　　　　　　　　　　　　　　　　0.5g

Sodium malate
(Sodium succinate dibasic hexohydrate)　　5g

NH4Cl　　　　　　　　　　　　　　　　　1g

ddH2O　　　　　　　　　　　　　　　　　 893.5ml

_________________________________________________
　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　1L

Raise E. coli(PSB1C3)

1.50ml LB+500μl CHLORAMPHENICOL
2.37℃, overnight (14-16hrs)

2011.09.08-13

Plasmid miniprep kit

PSB1C3 plasmid

Raise Rhodobacter rubrum

1.50ml LB+500μl CHLORAMPHENICOL
2.37℃, overnight (14-16hrs)

2011.09.09

Raise Gluconacetobacter hansenii

1.50ml LB+500μl CHLORAMPHENICOL
2.37℃, overnight (14-16hrs)

2011.09.10-11

Digestion check of DNA

[pSB1C3/EcoRI]

DNA　　　　　　　　　　　 500ng

10×buffer　　　　　　　 5μl

BSA　　　　　　　　　　　 5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　 1μl

ddH2O　　　　　　　　　 29μl

_______________________________

total　　　　　　　　　　 50μl

[pSB1C3/PstⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　 500ng

10×buffer　　　　　　　　　　 5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　 5μl

PstⅠ　　　　　　　　　　　　 1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　 29μl

_________________________________

total　　　　　　　　　　　 50μl

Digestion of DNA

[pSB1C3/EcoRⅠ+PstⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　　500ng

10×buffer　　　　　　　　　　 5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　 5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　　　 1μl

pstⅠ　　　　　　　　　　　　　 1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　28μl

__________________________________

total　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 30 mins

[pSB1C3/XbaⅠ+SpeⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　　　5μl

XbaⅠ　　　　　　　　　　　　　　 1μl

SpeⅠ　　　　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　　28μl

____________________________________

total 　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 2 hrs

[pSB1C3/SpeⅠ+PstⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　　　5μl

SpeⅠ　　　　　　　　　　　　　　1μl

pstⅠ　　　　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　　28μl

____________________________________

total 　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 2 hrs

[pSB1C3/EcoRⅠ+XbaⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　　　5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　　　　　1μl

XbaⅠ　　　　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　　28μl

____________________________________

total 　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 2 hrs

[pSB1A3/EcoRⅠ+PstⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　　　5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　　　　　1μl

PstⅠ　　　　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　　28μl

____________________________________

total 　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 2 hrs

[pSB1A3/EcoRⅠ+SpeⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　　　5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　　　　　1μl

SpeⅠ　　　　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　　28μl

____________________________________

total 　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 2 hrs

electroelution Purification

[pSB1C3/EcoRⅠ+PstⅠ]
[pSB1C3/XbaⅠ+SpeⅠ]
[pSB1C3/SpeⅠ+PstⅠ]
[pSB1C3/EcoRⅠ+XbaⅠ]
[pSB1A3/EcoRⅠ+PstⅠ]
[pSB1A3/EcoRⅠ+SpeⅠ]

2011.09.12-20

PCR

caption

[acsAB]
[acsCD]
[CCcax-Ccp]

template DNA　　　1μl

5×Buffer　　　　　4μl

2.5μM dNTP　　　　1.6μl

10μM F　　　　　　1μl

10μM R　　　　　　1μl

Taq　　　　　　　　0.2μl

ddH2O　　　　　　8.8μl

_______________________________

total　　　　　　　20μl

electroelution Purification

[acsAB]
[acsCD]
[CMCax-Ccp]

2011.09.21

Digestion of DNA

[acsAB/ XbaⅠ+SpeⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　1μl

pstⅠ　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　28μl

____________________________

total　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

[acsCD/XbaⅠ+SpeⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　5μl

XbaⅠ　　　　　　　　　　　　1μl

SpeⅠ　　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　28μl

__________________________________
total　　　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

[CMCax/SpeⅠ+AlwNⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　5μl

SpeⅠ　　　　　　　　　　　　1μl

AlwNⅠ　　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　28μl

__________________________________

total　　　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

[Ccp/AlwNⅠ+PstⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　　　5μl

AlwNⅠ　　　　　　　　　　　　1μl

PstⅠ 　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　28μl

__________________________________
total　　　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

electroelution Purification

[acsAB/ XbaⅠ+SpeⅠ]
[acsCD/XbaⅠ+SpeⅠ]
[CMCax/SpeⅠ+AlwNⅠ]
[Ccp/AlwNⅠ+PstⅠ]

2011.09.22

Ligation of DNA

[pSB1C3-acsAB]

Vector　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　-μl

________________________________

total　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

[pSB1A3-acsCD]

Vector　　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　-μl

_________________________________

total　　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

[pSB1C3-acsCD]

Vector　　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　-μl

_________________________________

total　　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

[pSB1C3-CMCax-Ccp]

Vector　　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　-μl

_________________________________

total　　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

2011.09.23

PCR

[R0011 promoter]

R0011 promoter　　　　　　　 1μl

5×Buffer　　　　　　　　　　　　4μl

2.5μM dNTP　　　　　　　　　　1.6μl

Taq　　　　　　　　　　　　　　　0.2μl

ddH2O　　　　　　　　　　　　　13.2μl

_____________________________________

total　　　　　　　　　　　　　　20μl

electroelution Purification

[R0011 promoter]

Transformation of DNA

[pSB1C3-acsAB]

Transform into E.coli
LB+CHLORAMPHENICOL
→37℃ for 14 hr

[pSB1C3-acsCD]

Transform into E.coli
LB+CHLORAMPHENICOL
→37℃ for 14 hr

[pSB1A3-acsCD]

Transform into E.coli
LB+Ampicillin
→37℃ for 14 hr

[pSB1C3-CMCax-Ccp]

Transform into E.coli
LB+CHLORAMPHENICOL
→37℃ for 14 hr

Digestion of DNA

[R0011 promoter/EcoRⅠ+XbaⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　1μl

XbaⅠ　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　28μl

____________________________

total　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

electroelution Purification

[R0011 promoter/EcoRⅠ+XbaⅠ]

2011.09.24

Ligation of DNA

[pSB1C3-R0011]

Vector　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　-μl

________________________________

total　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

[R0011-acsAB]

Vector　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　-μl

________________________________

total　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

[R0011-acsCD]

Vector　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　-μl

________________________________

total　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

2011.09.24

Digestion of DNA

[R0011-acsAB/EcoRⅠ+SpeⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　1μl

SpeⅠ　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　28μl

____________________________

total　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

[R0011-acsCD/EcoRⅠ+SpeⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　5μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　1μl

SpeⅠ　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　28μl

____________________________

total　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

electroelution Purification

[R0011-acsAB/EcoRⅠ+SpeⅠ]

[R0011-acsCD/EcoRⅠ+SpeⅠ]

2011.09.25

Ligation of DNA

[pSB1C3-R0011-acsAB]

Vector　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　-μl

________________________________

total　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

[pSB1C3-R0011-acsCD]

Vector　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　-μl

________________________________

total　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

2011.09.26

Transformation of DNA

[pSB1C3-R0011-acsAB]

Transform into E.coli
LB+CHLORAMPHENICOL
→37℃ for 14 hr

[pSB1C3-R0011-acsCD]

ransform into E.coli
LB+CHLORAMPHENICOL
→37℃ for 14 hr

Digestion of DNA

[pSB1C3-R0011-acsCD/SpeⅠ+PstⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　5μl

SpeⅠ　　　　　　　　　　1μl

PstⅠ　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　28μl

____________________________

total　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

electroelution Purification

[pSB1C3-R0011-acsCD/SpeⅠ+PstⅠ]

2011.09.27

Ligation of DNA

[pSB1C3-R0011-acsCD-CMCax-Ccp]

Vector　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　-μl

________________________________

total　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

Digestion of DNA

[pSB1C3-R0011-acsCD-CMCax-Ccp/PstⅠ+EcoRⅠ]

DNA　　　　　　　　　　　10μl

10×buffer　　　　　　　　5μl

BSA　　　　　　　　　　　5μl

PstⅠ　　　　　　　　　　1μl

EcoRⅠ　　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　28μl

____________________________

total　　　　　　　　　　　　　50μl

→37℃ for 16 hr

electroelution Purification

[pSB1C3-R0011-acsCD-CMCax-Ccp/PstⅠ+EcoRⅠ]

2011.09.28

Ligation of DNA

[pSB1A3-R0011-acsCD-CMCax-Ccp]

Vector　　　　　　　　　　3μl

Insert　　　　　　　　　　14μl

ligase buffer　　　　　　2μl

ligase　　　　　　　　　　1μl

ddH2O　　　　　　　　　　　-μl

________________________________

total　　　　　　　　　　20μl

→16℃ for 16 hr

2011.09.29

Transformation of DNA

[pSB1C3-R0011-acsAB]
[pSB1A3-R0011-acsAB-CMCax-Ccp]

Transform into E.coli
LB+Ampiclin+CHLORAMPHENICOL
→37℃ for 14 hr

@@ Line 288: / Line 288: @@
 <br>
 *[pSB1A3/EcoRⅠ+PstⅠ]
-<br>
+DNA　　　　　　　　　　　　　　　10μl<br>
-<br>DNA　　　　　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 319: / Line 318: @@
 <br>
 *[pSB1C3/EcoRⅠ+PstⅠ]
-<br>
 *[pSB1C3/XbaⅠ+SpeⅠ]
-<br>
 *[pSB1C3/SpeⅠ+PstⅠ]
-<br>
 *[pSB1C3/EcoRⅠ+XbaⅠ]
-<br>
 *[pSB1A3/EcoRⅠ+PstⅠ]
-<br>
 *[pSB1A3/EcoRⅠ+SpeⅠ]
-<br>
 <br>
 <br>
@@ Line 339: / Line 332: @@
 <br>
 *[acsAB]
-<br>
 *[acsCD]
-<br>
 *[CCcax-Ccp]
-<br>template DNA　　　1μl<br>
+template DNA　　　1μl<br>
 <br>5×Buffer　　　　　4μl<br>
 <br>2.5μM dNTP　　　　1.6μl<br>
@@ Line 360: / Line 351: @@
 <br>
 *[acsAB]
-<br>
 *[acsCD]
-<br>
 *[CMCax-Ccp]
 <br>
@@ Line 374: / Line 363: @@
 <br>
 *[acsAB/ XbaⅠ+SpeⅠ]
-<br>
+DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
-<br>DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 389: / Line 377: @@
 <br>
 *[acsCD/XbaⅠ+SpeⅠ]
-<br>DNA　　　　　　　　　　　　10μl<br>
+DNA　　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 403: / Line 391: @@
 <br>
 *[CMCax/SpeⅠ+AlwNⅠ]
-<br>
+DNA　　　　　　　　　　　　10μl<br>
-<br>DNA　　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 418: / Line 405: @@
 <br>
 *[Ccp/AlwNⅠ+PstⅠ]
-<br>
+DNA　　　　　　　　　　　　10μl<br>
-<br>DNA　　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 436: / Line 422: @@
 <br>
 *[acsAB/ XbaⅠ+SpeⅠ]
-<br>
 *[acsCD/XbaⅠ+SpeⅠ]
-<br>
 *[CMCax/SpeⅠ+AlwNⅠ]
-<br>
 *[Ccp/AlwNⅠ+PstⅠ]
-<br>
 <br>
 <br>
@@ Line 451: / Line 433: @@
 <br>
 *[pSB1C3-acsAB][[File:Cats3.jpg|right|404px|caption]]
-<br>Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　   　2μl<br>
@@ Line 464: / Line 446: @@
 <br>
 *[pSB1A3-acsCD]
-<br>Vector　　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　　　2μl<br>
@@ Line 477: / Line 459: @@
 <br>
 *[pSB1C3-acsCD]
-<br>Vector　　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　　　2μl<br>
@@ Line 490: / Line 472: @@
 <br>
 *[pSB1C3-CMCax-Ccp]
-<br>Vector　　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　　　2μl<br>
@@ Line 509: / Line 491: @@
 <br>
 *[R0011 promoter]
-<br>R0011 promoter　　　　　　　  1μl<br>
+R0011 promoter　　　　　　　  1μl<br>
 <br>5×Buffer　　　　　　　　　　　　4μl<br>
 <br>2.5μM dNTP　　　　　　　　　　1.6μl<br>
@@ Line 523: / Line 505: @@
 <br>
 *[R0011 promoter]
-<br>
 <br><font color="#000000" size=2><b>Transformation of DNA</b></font>
 <br>
 <br>
 *[pSB1C3-acsAB]
-<br>Transform into E.coli
+Transform into E.coli
 <br>LB+CHLORAMPHENICOL
 <br>→37℃ for 14 hr
 <br>
 <br>
-<br>
 *[pSB1C3-acsCD]
-<br>Transform into E.coli
+Transform into E.coli
 <br>LB+CHLORAMPHENICOL
 <br>→37℃ for 14 hr
@@ Line 541: / Line 522: @@
 <br>
 *[pSB1A3-acsCD]
-<br>Transform into E.coli
+Transform into E.coli
 <br>LB+Ampicillin
 <br>→37℃ for 14 hr
 <br>
 <br>
-<br>
 *[pSB1C3-CMCax-Ccp]
-<br>Transform into E.coli
+Transform into E.coli
 <br>LB+CHLORAMPHENICOL
 <br>→37℃ for 14 hr
 <br>
 <br>
-<br>
 <br><font color="#000000" size=2><b>Digestion of DNA</b></font>
 <br>
 <br>
 *[R0011 promoter/EcoRⅠ+XbaⅠ]
-<br>DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
+DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 574: / Line 555: @@
 <br>
 *[R0011 promoter/EcoRⅠ+XbaⅠ]
-<br>
 <br><font color="#000000" size=3><b>2011.09.24</b></font>
 <br>
@@ Line 581: / Line 562: @@
 <br>
 *[pSB1C3-R0011]
-<br>Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　   　2μl<br>
@@ Line 594: / Line 575: @@
 <br>
 *[R0011-acsAB]
-<br>Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　   　2μl<br>
@@ Line 606: / Line 587: @@
 <br>
 *[R0011-acsCD]
-<br>Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　   　2μl<br>
@@ Line 625: / Line 606: @@
 <br>
 *[R0011-acsAB/EcoRⅠ+SpeⅠ]
-<br>DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
+DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 638: / Line 619: @@
 <br>
 *[R0011-acsCD/EcoRⅠ+SpeⅠ]
-<br>DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
+DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 655: / Line 636: @@
 <br>
 *[R0011-acsAB/EcoRⅠ+SpeⅠ]
-<br>
 *[R0011-acsCD/EcoRⅠ+SpeⅠ]
-<br>
 <br>
 <br>
@@ Line 667: / Line 648: @@
 <br>
 *[pSB1C3-R0011-acsAB]
-<br>Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　   　2μl<br>
@@ Line 680: / Line 661: @@
 <br>
 *[pSB1C3-R0011-acsCD]
-<br>Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　   　2μl<br>
@@ Line 698: / Line 679: @@
 <br>
 *[pSB1C3-R0011-acsAB]
-<br>Transform into E.coli
+Transform into E.coli
 <br>LB+CHLORAMPHENICOL
 <br>→37℃ for 14 hr
 <br>
 <br>
-<br>
 *[pSB1C3-R0011-acsCD]
-<br>Transform into E.coli
+ransform into E.coli
 <br>LB+CHLORAMPHENICOL
 <br>→37℃ for 14 hr
@@ Line 712: / Line 693: @@
 <br><font color="#000000" size=2><b>Digestion of DNA</b></font>
 <br>
-<br>
 *[pSB1C3-R0011-acsCD/SpeⅠ+PstⅠ]
-<br>DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
+DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 727: / Line 708: @@
 <br>
 <br><font color="#000000" size=2><b>electroelution Purification</b></font>
-<br>
-<br>
 *[pSB1C3-R0011-acsCD/SpeⅠ+PstⅠ]
 <br>
@@ Line 739: / Line 718: @@
 <br>
 *[pSB1C3-R0011-acsCD-CMCax-Ccp]
-<br>Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　   　2μl<br>
@@ Line 754: / Line 733: @@
 <br>
 *[pSB1C3-R0011-acsCD-CMCax-Ccp/PstⅠ+EcoRⅠ]
-<br>DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
+DNA　　　　　　　　　　　10μl<br>
 <br>10×buffer　　　　　　　　5μl<br>
 <br>BSA　　　　　　　　　　　5μl<br>
@@ Line 767: / Line 746: @@
 <br>
 <br><font color="#000000" size=2><b>electroelution Purification</b></font>
-<br>
-<br>
 *[pSB1C3-R0011-acsCD-CMCax-Ccp/PstⅠ+EcoRⅠ]
 <br>
@@ Line 779: / Line 756: @@
 <br>
 *[pSB1A3-R0011-acsCD-CMCax-Ccp]
-<br>Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
+Vector　　　　　　　　　　3μl<br>
 <br>Insert　　　　　　　　　　14μl<br>
 <br>ligase buffer　　　　　   　2μl<br>
@@ Line 796: / Line 773: @@
 <br>
 *[pSB1C3-R0011-acsAB]
-<br>
 *[pSB1A3-R0011-acsAB-CMCax-Ccp]
-<br>
 <br>Transform into E.coli
 <br>LB+Ampiclin+CHLORAMPHENICOL